Токсоплазмоз кошек: симптомы, диагностика, патогенез, опасность для людей, схема лечения

Ветеринарный врач, кандидат наук, Американский колледж внутренних болезней животных. Факультет клинической медицины, Государственный университет Колорадо, Форт Коллинз, США.

Toxoplasma gondii относится к подклассу кокцидий, которые являются одними из наиболее распространенных паразитов, заражающих теплокровных позвоночных во всем мире [15, 21, 22]. Только у кошек паразиты проходят завершающую стадию полового развития и происходит выделение с калом защищенных от воздействия окружающей среды ооцист. Спорозоиты развиваются в ооцистах спустя 1-5 дней контакта с кислородом при соответствующей температуре и влажности окружающей среды. Спорозоиты могут проникать в кишечный тракт кошек или промежуточных хозяев и распространяться с кровью или лимфой в виде тахизоитов во время активной инфекции. Toxoplasma gondii может проникать в большинство клеток млекопитающих и бесполым образом размножаться в инфицированных клетках, пока клетка не будет разрушена; этот процесс может привести к возникновению угрожающей жизни клинической формы заболевания. Однако, если возникает соответствующий иммунный ответ, деление тахизоитов замедляется, и развиваются медленно делящиеся брадиозоиты, которые сохраняются внутри кист в тканях, не относящихся к желудочно-кишечному тракту. Тканевые кисты активно формируются в ЦНС, мышцах и внутренних органах. Живые брадизоиты могут сохраняться в тканях на протяжении всей жизни хозяина, поэтому у инфицированных кошек возможны рецидивирующие клинические проявления заболевания. 

Передача

Кошки могут заражаться при проглатывании любой из трех стадий развития (спорозоит, тахизоит, брадизоит) T. gondii. Также может происходить трансплацентарная передача от матери, у которой первичное инфицирование T. gondii произошло во время беременности. Toxoplasma gondii была обнаружена в молоке кормящих кошек с помощью биоанализа и ПЦР-анализа, поэтому также возможно заражение котят через молоко матери [4]

Патогенез

Большинство кошек не являются копрофагами, поэтому заражаются преимущественно при проглатывании брадиозоитов T. gondii во время поедания мяса или своих жертв во время охоты; ооцисты выделяются с калом в период с 3 до 21 дня. Образовавшие споры ооцисты могут выживать в окружающей среде от нескольких месяцев до нескольких лет, они устойчивы к большинству дезинфицирующих средств. Результаты недавнего исследования подтверждают, что продолжительность периода до начала выделения ооцист T. gondii в организме пациента зависит от стадии развития паразита (при проглатывании брадиозоитов этот период будет короче, чем при проглатывании спорозоитов) и не зависит от дозы [11]. Кроме того, передача T. gondii наиболее эффективна при проглатывании кошками тканевых кист (хищничество) и проглатывании промежуточными хозяевами ооцист (фекально-оральная передача).

При заражении Toxoplasma gondii грызуны меняют свое поведение, меньше боятся кошек, что увеличивает потенциальную вероятность того, что окончательный хозяин (кошка) заразится и развитие паразита продолжиться до половозрелой стадии [50].

Возникновение клинических признаков токсоплазмоза зависит как от хозяина, так и от паразита. Некоторые штаммы T. gondii, по-видимому, являются более патогенными, чем остальные, а некоторые штаммы могут иметь сродство к определенным тканям. Например, различные штаммы T. gondii, по-видимому, с большей вероятностью связаны с болезнями глаз у кошек, а летальный исход токсоплазмоза может произойти у иммунокомпетентных кошек [44, 48]. Если после первичной инфекции развивается слабая ответная иммунная реакция, основной причиной заболевания становится чрезмерное деление тахизоитов, которое приводит к некрозу тканей [15, 21, 22]. Этот механизм также вероятен у кошек с хроническим токсоплазмозом, у которых затем формируется подавленный иммунитет. Одним из примеров является обострение инфекции T. gondii у кошек после введения иммунодепрессантов, таких как циклоспорин [2, 3, 33]. Другие заболевания, подавляющие иммунитет, такие как вирус иммунодефицита кошачьих, могут приводить к обострению токсоплазмоза [9]. Механизмы развития хронической формы клинического токсоплазмоза до конца не определены [15]. Антигены к Toxoplasma gondii и антиген содержащие иммунные комплексы были обнаружены в сыворотке крови кошек, но присутствие паразита в организме никак не было связано с хронической болезнью почек у кошек [18, 25, 29].

Клинические признаки

У подавляющего большинства кошек, инфицированных T. gondii, никогда не возникает выраженных клинических нарушений. В целом, цикл развития паразита в эпителии кишечника у кошки редко приводит к проблемам. Только у 10‑20 % экспериментально зараженных кошек в течение 1–2 недель после первичного заражения путем проглатывания тканей с кистами T. gondii развивается локальная диарея в тонком отделе кишечника. Предполагается, что это происходит из-за размножения паразита в эпителии кишечника.

Toxoplasma gondii на стадии развития в эпителии кишечника были обнаружены у двух кошек с воспалительным заболеванием кишечника, которые демонстрировали положительный ответ на прием противотоксоплазменных препаратов [41]. Эозинофильный фиброзный гастрит был недавно описан у кошки, инфицированной T. gondii [36]. Внекишечный токсоплазмоз у кошек может развиться в результате чрезмерного внутриклеточного размножения тахизоитов после первичной инфекции; обычно поражаются ткани печени, легких, ЦНС и поджелудочной железы [12-15, 21, 22]. У котят, зараженных через плаценту или с молоком матери, развиваются наиболее тяжелые признаки внекишечного токсоплазмоза и, как правило, они умирают от болезней легких или печени. Общие клинические признаки у кошек с распространенным токсоплазмозом включают угнетенное состояние, анорексию и одышку. Распространенный токсоплазмоз диагностировали у кошек, одновременно зараженных вирусами лейкоза кошачьих, иммунодефицита кошачьих или инфекционного перитонита кошек, а также после введения циклоспорина при лечении кожных заболеваний или после трансплантации почки [2, 3, 39]

Хронический токсоплазмоз встречается у некоторых кошек и должен быть включен в список дифференциальных диагнозов для кошек с передним или задним увеитом (Рисунок 1), кожными поражениями, лихорадкой, мышечной гиперестезией, миокардитом с аритмиями, снижением массы тела, анорексией, судорогами, атаксией, желтухой, диареей, одышкой или панкреатитом [1, 4, 15-17, 19, 21, 22, 32, 35, 40, 42, 45, 47]. Токсоплазмоз является распространенной инфекционной причиной развития увеита у кошек; Может развиваться передний увеит или задний увеит, и проявления могут быть односторонними или двусторонними [15, 32, 45] У котят, зараженных через плаценту или с молоком матери, обычно развиваются болезни глаз [44]

Рисунок 1

Диагноз

Отклонения лабораторных показателей от нормы

У кошек с клиническими симптомами токсоплазмоза могут наблюдаться различные клинико-патологические нарушения, но ни одно из них не является достоверным основанием для постановки диагноза [15, 21, 22]

Общий клинический анализ крови

Toxoplasma gondii должна быть включена в список дифференциальной диагностики для кошек с соответствующими клиническими признаками и гипопластической анемией, нейтрофильным лейкоцитозом, лимфоцитозом, моноцитозом, нейтропенией или эозинофилией.

Профиль биохимического анализа крови

В зависимости от того, какие системы органов затронуты заболеванием, у кошек с клиническим токсоплазмозом может наблюдаться повышение концентрации белка сыворотки крови и билирубина, а также активности креатинкиназы, аланинаминотрансферазы, щелочной фосфатазы и липазы [15, 21, 22]

Анализ мочи

Протеинурия и билирубинурия были обнаружены у некоторых кошек с клиническими проявлениями токсоплазмоза.

Анализ спинномозговой жидкости

Концентрации белка в спинномозговой жидкости (CSF) и количество клеток часто выше нормы, при этом в спинномозговой жидкости преобладают лейкоциты, которые представляют собой небольшие одноядерные клетки. Однако у кошек с острым заболеванием центральной нервной системы часто встречается повышение уровня нейтрофилов.

Диагностическая визуализация

Рентгенограмма

При легочной форме токсоплазмоза чаще всего наблюдают диффузные поражения интерстициальной ткани или альвеол; также редко регистрируют плевральный выпот.

Ультразвуковые исследования

При поражении этих тканей у кошек результаты ультразвукового исследования, могут соответствовать изменениям, характерным для панкреатита или диффузного гепатита. У кошек с полисистемными заболеваниями может быть обнаружена внутрибрюшная лимфаденомегалия.

Дополнительные методы диагностической визуализации

При компьютерной томографии (КТ) или магнитно-резонансном исследовании (МРТ) могут быть обнаружены обширные очаги поражения.

Микробиологическое исследование

Цитологический диагноз

Брадизоиты или тахизоиты могут быть обнаружены в тканях, экссудатах, жидкостях бронхоальвеолярного лаважа, внутриглазной жидкости или спинномозговой жидкости [4, 16, 17, 40]. Окончательный диагноз «токсоплазмоз» может быть поставлен только после выделения возбудителя; однако, это происходит редко, особенно на фоне сопутствующего сублетального заболевания.

Исследование фекалий методом флотации

Toxoplasma gondii выделяет ооцисты размером 10 × 12 мкм, и при обнаружении их в кале кошек с диареей можно предположить токсоплазмоз [15, 21, 22, 46]. Однако, паразитирующие в кошках простейшие родов Besnoitia и Hammondia выделяют похожие ооцисты. Анализы методом полимеразной цепной реакции (ПЦР) позволяют дифференцировать T. gondii от других простейших, выделяющих схожие ооцисты. Альтернативный способ диагностики заключается в отслеживании ответной выработки антител сыворотки крови с целью определить род возбудителя заболевания. В целом, при диагностике клинической формы токсоплазмоза обнаружение ооцист у кошек имеет низкую диагностическую ценность отрицательного результата, так как в большинстве случаев такая диагностика проводится на стадии распространенного заболевания, которая возникает после завершения выделения ооцист.

Серологический диагноз

При диагностике клинического токсоплазмоза наиболее часто используют метод обнаружения антител к T. gondii в сыворотке крови. Было оценено множество различных методов, включая твердофазный ИФА, иммунофлуоресцентный анализ антител, иммуноанализ методом вестерн-блоттинга и различные тесты на агглютинацию [5, 7, 8, 10, 20, 24, 26-28, 30, 31]. Реакция латекс-агглютинации и анализ непрямой гемагглютинации коммерчески доступны.

Эти анализы могут быть использованы при анализе сыворотки различных видов животных и теоретически позволяют выявить все классы иммуноглобулинов, против T. gondii. Тем не менее, эти анализы редко выявляют антитела в образцах сыворотки кошек с положительной реакцией только на IgM [31]. Твердофазный ИФА, иммунофлуоресцентный анализ антител, иммуноанализ методом вестерн-блоттинга были адаптированы для выявления ответной выработки антител к IgM, IgG и IgA, с использованием вторичных антител, специфичных для тяжелых цепей [5, 7, 20]. Выработка сывороточных антител, специфичных для IgA Toxoplasma gondii, сходна с выработкой антител к IgG, и этот класс антител обычно измеряется только в научных исследованиях. Несколько коммерческих лабораторий в США предлагают анализ на антитела к IgM и IgG T. gondii методом твердофазного ИФА (www. dlab.colostate.edu). Ниже (Рисунок 2) представлены общие результаты теста на антитела к IgM и IgG T. gondii у кошек

Рисунок 2

Титры IgMк Toxoplasma gondii

При использовании твердофазного ИФА в сыворотке крови у примерно 80 % здоровых, экспериментально зараженных кошек обнаруживали IgM к T. gondii в течение 2-4 недель после заражения T. gondii; эти титры обычно отрицательны через 16 недель после заражения [20, 30]

Как описано у некоторых здоровых женщин, постоянные титры IgM (> 16 недель) обычно регистрировали у кошек, инфицированных вирусом иммунодефицита кошачьих, и у кошек с локализацией токсоплазмоза в органах зрения [27, 32]. Из-за этих результатов и того факта, что у некоторых кошек никогда не обнаруживают ответной реакции на IgM, титры IgM нельзя использовать для точного прогнозирования времени начала выделения ооцист у кошек. Если врач подозревает, что у какой-то кошки происходит выделение ооцист T. gondii, следует провести исследование фекалий методом флотации или анализ фекалий методом ПЦР.

В одном исследовании у кошек с клиническим токсоплазмозом титры T. gondii были обнаружены в сыворотке 93,3 % кошек, а титры IgG T. gondii были обнаружены у 60 % кошек. Таким образом, антитела к IgM имеют более высокую прогностическую ценность, чем антитела к IgG, для клинической формы токсоплазмоза кошек [20, 28]. У некоторых кошек с хроническими инфекциями T. gondii, у которых положительная реакция на IgM сменилась на отрицательную, титры IgM могут быть обнаружены снова после повторной инокуляции T. gondii, первичной инокуляции изолятом Petaluma вируса иммунодефицита кошачьих и введения глюкокортикоидов без обнаружения клинических признаков токсоплазмоза [20, 26, 27]. Таким образом, наличие антител IgM в сыворотке крови кошек не всегда подтверждает клинический токсоплазмоз у кошек.

Титры IgG к Toxoplasma gondii

При использовании твердофазного ИФА у большинства здоровых, экспериментально зараженных кошек в сыворотке крови обнаруживают IgG к Toxoplasma gondii через 3-4 недели после заражения [20, 30]

К тому времени, когда антитела к IgG обнаруживают в сыворотке крови кошки, период выделения ооцист обычно заканчивается. Таким образом, кошки с положительной серологической реакцией на IgG представляют минимальную угрозу для окружающих.

Титры антител к IgG Toxoplasma gondii могут быть обнаружены в течение не менее 6 лет после заражения у экспериментально инокулированных кошек; поскольку организм, вероятно, сохраняется в тканях на протяжении всей жизни, антитела к IgG, вероятно, также присутствуют весь этот период [10]

Отдельные высокие титры IgG не обязательно указывают на недавнюю или активную инфекцию T. gondii; здоровые кошки обычно имеют титры >10000 через шесть лет после экспериментального заражения токсоплазмозом [10]

У некоторых кошек с низким титром антител к T. gondii может проявиться отрицательная серологическая реакция, в зависимости от установленных граничных значений в индивидуальном анализе, даже если T. gondii все еще находится в тканях. При использовании твердофазного ИФА с 10% межанализным отклонением у некоторых кошек с низким уровнем положительных титров IgG (1:64) может быть получена положительная реакция на антитела к IgG в одном анализе и отрицательная - в последующем анализе или наоборот.

Повышение титра IgG T. gondii может указывать на недавнюю или активную инфекцию, но у экспериментально зараженных кошек промежуток времени от первого обнаруживаемого положительного титра IgG до максимального титра IgG составляет около 2-3 недель. Таким образом, у некоторых кошек с клиническим токсоплазмозом максимальный титр IgG будет достигнут к моменту их серологической оценки.

Повышение титров антител к IgG T. gondii встречается у здоровых инфицированных кошек, а также у кошек с клиническим токсоплазмозом, поэтому только один этот показатель не может быть использован для диагностики клинического токсоплазмоза.

У людей и кошек с обострением хронического токсоплазмоза из-за подавления иммунитета редко происходит повышение титров IgG.

По причинам, указанным выше, результаты теста на антитела не могут быть использованы для диагностики токсоплазмоза кошек. Тем не менее, следующая комбинация может быть использована для постановки предположительного диагноза:

Обнаружение антител в сыворотке крови, что предполагает заражение T. gondii

Титр IgM >1:64 или четырехкратное или большее увеличение титра IgG свидетельствует о недавней или активной инфекции

Клинические признаки заболевания, характерные для токсоплазмоза

Исключение других распространенных причин клинического синдрома

Положительный ответ на соответствующее лечение. Поскольку паразит не может быть выведен из организма, у большинства кошек на протяжении всей жизни будет наблюдаться положительная реакция на антитела к возбудителю, поэтому нет оснований для повторного определения титров сывороточных антител после исчезновения клинических признаков заболевания или для применения лекарственных средств против T. gondii у кошек без клинических признаков токсоплазмоза.

Другие серологические анализы.

Результаты анализов для измерения уровня антигенов к T. gondii или иммунных комплексов могут быть полезны в диагностике у некоторых кошек. Однако, в отношении тестов на антитела, следует учитывать, что антигены или иммунные комплексы могут быть обнаружены у кошек с клинической формой заболевания или без нее, и поэтому эти анализы не относятся к коммерчески доступным [20, 25, 29]

Молекулярная диагностика

Недавно полимеразная цепная реакция была использована для обнаружения ДНК T. gondii в кале, и этот метод может использоваться для дифференциации T. gondii от других организмов [46]. ДНК Toxoplasma gondii может быть выделена также из крови здоровых кошек, поэтому положительные результаты ПЦР не коррелируют с клиническим заболеванием [6, 34]. Таким образом, для ПЦР-анализов чаще всего используют ткани организма, чтобы подтвердить, что возбудителем является T gondii, или водянистые выделения, или спинномозговую жидкость (www.dlab.colostate.edu) [6, 23, 45] Комбинирование анализа с выделением антител, специфичных для T gondii, в сыворотке, крови, водянистых выделениях или спинномозговой жидкости и амплификация микробной ДНК с помощью ПЦР-анализа являются наиболее точным способом диагностики токсоплазмоза при локализации заболевания в органах зрения и ЦНС (www.dlab.colostate.edu) [32, 45]. Принимая во внимание, что специфичные для T gondii IgA, IgG и ДНК организма могут быть обнаружены в водянистых выделениях и спинномозговой жидкости как у нормальных кошек, так и у кошек с клиническими признаками заболевания, специфичные для T gondii IgM были обнаружены только в водянистых выделениях и спинномозговой жидкости кошек с клиническими признаками заболевания, и поэтому могут служить лучшими индикаторами клинической формы заболевания.

Патологические изменения

Макропатологические изменения

Инфекция Toxoplasma gondii обычно вызывает пиогранулематозные реакции и некроз. Обнаружение пиогранулем при помощи методов диагностической визуализации в значительной степени зависит от пораженного органа. При вскрытии могут быть обнаружены выпоты, характерные для модифицированных транссудатов или экссудатов.

Гистопатологические изменения

Большинство гистопатологических изменений представляли собой пиогранулематозное воспаление с некрозом. Обычно обнаруживали тахизоиты или брадизоиты Toxoplasma gondii (Рисунок 3). Однако, при тяжелом некрозе возбудитель может быть скрыт. В таких случаях, часто можно амплифицировать ДНК из тканей или визуализировать агент после иммуногистохимического окрашивания.

Рисунок 3.

Лечение

Кошкам с подозрением на клинический токсоплазмоз следует назначать поддерживающую терапию, соответствующую проявлениям клинического синдрома. Для лечения клинической формы токсоплазмоза чаще всего назначали клиндамицина гидрохлорид или комбинацию триметоприм+сульфонамид (Таблица 1) [15, 21, 22, 28].

Один из препаратов следует применять в течение 1 недели, так как большинство клинических признаков токсоплазмоза начнут исчезать в течение этого периода времени. При положительной реакции, лечение следует продолжать 4 недели, если это возможно. Если после первых 7 дней лечения реакция на терапию будет отрицательной, следует рассмотреть возможность применения альтернативного препарата. Рецидив клинических признаков чаще наблюдался у кошек, получавших лечение менее 4 недель (Lappin MR, неопубликованные наблюдения). Азитромицин (10,0 мг/кг, п/о, каждые 24 часа) успешно применяли у небольшой популяции кошек, но оптимальная продолжительность терапии неизвестна. Пириметамин в комбинации с сульфаниламидными препаратами эффективен для лечения токсоплазмоза человека, но обычно токсичен у кошек. Поназурил применяли в экспериментальном лечении у грызунов, инфицированных T. gondii, и его применение для лечения токсоплазмоза кошек требует дополнительных исследований [3 7, 3 8]. В настоящее время оптимальная схема лечения этим препаратом указанных состояний у кошек неизвестна. Тем не менее, поназурил применяли в дозе 20 мг/кг внутрь, ежедневно в течение 28 дней. Препарат был эффективен при лечении собак с гнойным кератитом и некротическим конъюнктивитом [49]. Кошек с увеитом, который может быть вызван токсоплазмозом, следует лечить препаратами против токсоплазмоза в сочетании с местными, оральными или парентеральными кортикостероидами, чтобы избежать вторичного вывиха хрусталика и глаукомы.

Неблагоприятный прогноз для кошек с заболеваниями печени, ЦНС или легких, вызванными репликацией тахизоитов, особенно у тех, у кого иммунодефицит вызван противовоспалительными препаратами или сопутствующими ретровирусными инфекциями. Вывих хрусталика и глаукома, развивающиеся из-за устойчивого увеита, могут привести к необходимости офтальмэктомии. В случае выживания, у кошек или собак с клиническими признаками заболевания может не произойти полное восстановление даже после лечения.

Профилактика

Нет никаких доказательств, что какой-либо лекарственный препарат может полностью очистить организм от T. gondii. Таким образом, всегда возможен рецидив заболевания, и у инфицированных кошек часто сохраняется положительная серологическая реакция. Повторное инфицирование может происходить у кошек даже на фоне присутствия сывороточных антител. Однако, если происходит повторное выделение ооцист, их количество небольшое, и выделение имеет короткую продолжительность. После введения препаратов, подавляющих иммунитет, у кошек может возникать системная реактивация T. gondii. Чтобы избежать контакта с T. gondii нельзя допускать, чтобы кошки охотились, и не следует кормить их плохо проваренным мясом. Необходимо контролировать численность переносчиков заболевания, таких как тараканы, которые, как было показано, переносят ооцисты T. gondii.

Зоонозная передача

Поскольку кошки выделяют ооцисты только в течение короткого периода времени, и ооциста, чтобы стать инвазионной, должна образовать спору, прямые контакты с кошками не являются распространенным способом заражения токсоплазмозом. Кроме того, к тому времени, когда у большинства кошек появляются клинические признаки токсоплазмоза, период выделения ооцист уже завершен. 

Результаты анализов антител в сыворотке крови объединены с клиническими данными, чтобы помочь в постановке диагноза клинического токсоплазмоза.

Таблица 2. Препараты, используемые для лечения клинического токсоплазмоза у кошек

Если положительный ответ на лечение достигается к 4 неделе, но состояние животного улучшается медленно, продолжайте лечение в течение 1 недели после исчезновения клинических симптомов или до достижения выраженной ответной реакции.

1 Alves L, Gorgas D, Vandevelde M, Gandini G, Henke D. Segmental meningomyelitis in 2 cats caused by Toxoplasma gondii. J. Vet. Intern. Med. 2011; 25: 148-152

2 Beatty J, Barrs V. Acute toxoplasmosis in two cats on cyclosporin therapy. Aust. Vet. J. 2003; 81: 339.

3 Bernsteen L, Gregory CR, Aronson LR, et at.. Acute toxoplasmosis following renal transplantation in three cats and a dog. J. Am. Vet Med. Assoc. 1999; 215: 1123-1126

4 Brownlee L, Sellon RK. Diagnosis of naturally occurring toxoplasmosis by bronchoalveoloar lavage in a cat. J. Am. Anim. Hosp. Assoc 2001; 37: 251-255

5 Burney DP, Lappin MR, Cooper CM, et at.. Detection of Toxoplasma gondii-specific IgA in the serum of cats. Am. J. Vet. Res. 1995; 56 769-773

6 Burney DP, Spilker M, McReynolds L, et at.. Detection of Toxoplasma gondii parasitemia in experimentally inoculated cats. J. Parasitol 1999; 5: 947-951

7 Cannizzo KP, Lappin MR, Cooper CM, et at.. Toxoplasma gondii antigen recognition by serum IgM, IgG, and IgA of queens and their neonatally infected kittens. Am. J. Vet. Res. 1996; 57: 1327-1330

8 Dabritz HA, Gardner IA, Miller MA, et at. Evaluation of two Toxoplasma gondii serologic tests used in a serosurvey of domestic cats in california. J. Parasitol. 2007; 93: 806-816

9 Davidson MG, Rottman JB, English RV, et at.. Feline immunodeficiency virus predisposes cats to acute generalized toxoplasmosis. Am J. Pathol. 1993; 143: 1486-1497.

10 Dubey JP. Duration of immunity to shedding Toxoplasma gondii oocysts by cats. J. Parasitol. 1995; 81: 410-415

11 Dubey JP. Comparative infectivity of oocysts and bradyzoites of Toxoplasma gondii for intermediate (mice) and definitive (cats) hosts. Vet. Parasitol. 2006; 140: 69.

12 Dubey JP, Carpenter JL. Histologically confirmed clinical toxoplasmosis in cats: 100 cases (1952-1990). J. Am. Vet. Med. Assoc. 1993; 203: 1556-1566

13 Dubey JP, Carpenter JL. Neonatal toxoplasmosis in littermate cats. J Am. Vet. Med. Assoc. 1993; 203: 1546-1549.

14 Dubey JP, Johnstone I. Fatal neonatal toxoplasmosis in cats. J. Am Anim. Hosp. Assoc. 1982; 18: 461

15 Dubey JP, Lindsay DS, Lappin MR. Toxoplasmosis and other intestinal coccidial infections in cats and dogs. Vet. Clin. North Am. Smal Anim. Pract. 2009; 39: 1009-1034.

16 Falzone C, Baroni M, De Lorenzi D, et at.. Toxoplasma gondii brain granuloma in a cat: diagnosis using cytology from an intraoperative sample and sequential magnetic resonance imaging. J. Small Anim Pract. 2008; 49: 95-99.

17 Hawkins EC, Davidson MG, Meuten DJ, et al.. Cytologic identification of Toxoplasma gondii in bronchoalveolar lavage fluid of experimentally infected cats. J. Am. Vet. Med. Assoc. 1997; 210: 648-650.

18 Hsu V, Grant DC, Zajac AM, Witonsky SG, Lindsay DS. Prevalence of IgG antibodies to Encephalitozoon cuniculi and Toxoplasma gondii in cats with and without chronic kidney disease from Virginia. Vet. Parasitol. 2011; 176: 23-26.

19 Kul O, Atmaca HT, Deniz A, Süer C. Clinicopathologic diagnosis of cutaneous toxoplasmosis in an Angora cat. Berl. Munch Tierarztl Wochenschr. 2011; 124: 386-389.

20 Lappin MR. Feline toxoplasmosis: interpretation of diagnostic test results. Semin. Vet. Med. Surg. 1996; 11: 154.

21 Lappin MR. Update on the diagnosis and management of Toxoplas-ma gondii infection in cats. Top Companion Anim. Med. 2010; 25: 136-141.

22 Lappin MR. Toxoplasmosis. In Couto G and Nelson R (eds). Small Animal Internal Medicine, Mosby Elsevier, St. Louis 2010:1366-1373.

23 Lappin MR, Burney DP, Dow SW, et al.. Polymerase chain reaction for the detection of Toxoplasma gondii in aqueous humor of cats. Am. J. Vet. Res. 1996; 57: 1589-1593.

24 Lappin MR, Bush DJ, Reduker DW. Feline serum antibody responses to Toxoplasma gondii and characterization of target antigens. J. Parasitol. 1994; 80: 73-80.

25 Lappin MR, Cayatte S, Powell CC, et al.. Detection of Toxoplasma gondii antigen containing immune complexes in the serum of cats. Am. J. Vet. Res. 1993; 54: 415-419.

26 Lappin MR, Dawe DL, Lindl PA, et al.. The effect of glucocorticoid administration on oocyst shedding, serology, and cell-mediated immune responses of cats with recent or chronic toxoplasmosis. J. Am. Anim. Hosp. Assoc. 1992; 27: 625-632.

27 Lappin MR, George JW, Pedersen NC, et al.. Primary and secondary Toxoplasma gondii infection in normal and feline immunodeficiency virus-infected cats. J. Parasitol. 1996; 82: 733-742.

28 Lappin MR, Greene CE, Dawe DL. Clinical feline toxoplasmosis: serologic diagnosis and therapeutic management of 15 cases. J. Vet. Int. Med. 1989; 3: 139-143.

29 Lappin MR, Greene CE, Prestwood AK, et al.. Enzyme-linked immuno-sorbent assay for the detection of circulating antigens of Toxoplasma gondii in the serum of cats. Am. J. Vet. Res. 1989; 50: 1586-1590.

30 Lappin MR, Greene CE, Prestwood AK, et al.. Diagnosis of recent Toxoplasma gondii infection in cats by use of an enzyme-linked immunosorbent assay for immunoglobulin M. Am. J. Vet. Res. 1989; 50: 1580-1585.

31 Lappin MR, Powell CC. Comparison of latex agglutination, indirect hemagglutination, and ELISA techniques for the detection of Toxoplasma gondii-specific antibodies in the serum of cats. J. Vet. Int. Med. 1991; 5: 299-301.

32 Lappin MR, Roberts SM, Davidson MG, et al.. Enzyme-linked immunosorbent assays for the detection of Toxoplasma gondii-specific antibodies and antigens in the aqueous humor of cats. J. Am. Vet. Med. Assoc. 1992; 201: 1010-1016.

33 Lappin MR, Scorza V. Toxoplasma gondii oocyst shedding in normal cats and cats treated with cyclosporine. Proceedings of the American College of Veterinary Internal Medicine Annual Forum, Denver CO, June 16, 2011 (abstract).

34 Lee JY, Lee SE, Lee EG, Song KH. Nested PCR-based detection of Toxoplasma gondii in German shepherd dogs and stray cats in South Korea. Res. Vet. Sci. 2008; 85: 125-127.

35 Lindsay SA, Barrs VR, Child G, Beatty JA, Krockenberger MB. Myelitis due to reactivated spinal toxoplasmosis in a cat. J. Feline Med. Surg. 2010; 12: 818-821.

36 McConnell JF, Sparkes AH, Blunden AS, et al.. Eosinophilic fibrosing gastritis and toxoplasmosis in a cat. J. Fel. Med. Surg. 2007; 9: 82-86.

37 Mitchell SM, Zajac AM, Davis WL, et al.. Efficacy of ponazuril in vitro and in preventing and treating Toxoplasma gondii infections in mice. J. Parasitol. 2004; 90: 639-642.

38 Mitchell SM, Zajac AM, Kennedy T, et al.. Prevention of recrudescent toxoplasmic encephalitis using ponazuril in an immunodefficient mouse model. J. Eukaryot. Microbiol. 2006; 53: S164-165.

39 Nordquist BC, Aronson LR. Pyogranulomatous cystitis associated with Toxoplasma gondii infection in a cat after renal transplantation. J. Am. Vet. Med. Assoc. 2008; 232: 1010-1012.

40 Park CH, Ikadai H, Yoshida E, et al.. Cutaneous toxoplasmosis in a female Japanese cat. Vet. Pathol. 2007; 44: 683-687.

41 Peterson JL, Willard MD, Lees GE, et al.. Toxoplasmosis in two cats with inflammatory intestinal disease. J. Am. Vet. Med. Assoc. 1991; 99: 473-476.

42 Pfohl JC, Dewey CW. Intracranial Toxoplasma gondii granuloma in a cat. J. Fel. Med. Surg. 2005; 7: 369-374.

43 Powell CC, Brewer M, Lappin MR. Detection of Toxoplasma gondii in the milk of experimentally infected lactating cats. J. Vet. Parasitol. 2001; 102: 29-33.

44 Powell CC, Lappin MR. Clinical ocular toxoplasmosis in neonatal kittens. Vet. Ophthalmol. 2001; 4: 87-92.

45 Powell CC, McInnis CL, Fontenelle JP, Lappin MR. Bartonella species, feline herpesvirus-1, and Toxoplasma gondii PCR assay results from blood and aqueous humor samples from 104 cats with naturally occurring endogenous uveitis. J. Feline Med. Surg. 2010; 12; 923-938.

46 46. Salant H, Spira DT, Hamburger J. A comparative analysis of co-prologic diagnostic methods for detection of Toxoplama gondii in cats. Am. J. Trop. Med. Hyg. 2010; 82: 865-870.

47 Simpson KE, Devine BC, Gunn-Moore D. Suspected Toxoplasma-as-sociated myocarditis in a cat. J. Feline Med. Surg. 2005; 7: 203-208.

48 Spycher A, Geigy C, Howard J, Posthaus H, Gendron K, Gottstein B, Debache K, Herrmann DC, Schares G, Frey CF. Isolation and genotyping of Toxoplasma gondii causing fatal systemic toxoplasmosis in an immunocompetent 10-year-old cat. J. Vet. Diagn. Invest. 2011; 23: 104-108.

49 Swinger RL, Schmidt KA Jr, Dubielzig RR. Keratoconjunctivitis associated with Toxoplasma gondii in a dog. Vet. Ophthalmol. 2009; 12: 56-60.

50 Vyas A, Kim SK, Giacomini N et al.. Behavioral changes induced by Toxoplasma infection of rodents are highly specific to aversion of cat odors. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2007; 104: 6442-6447.