Главная Блог Профессионалам Легочный капилляриоз у кошек: эпидемиология, симптомы, диагностика, схемы для лечения

Легочный капилляриоз у кошек: эпидемиология, симптомы, диагностика, схемы для лечения

Этиология

Capillarla aerophlla или Eucoleus aerophllus (Круглые черви, Trichocephaida, Trichuridae) поражает легкие кошек, собак, диких плотоядных животных и, иногда, людей [48, 78]

Зрелые особи достигают длины около 20-30 мм, это тонкие, нитевидные черви почти белого цвета, которые живут под эпителием бронхов и трахеи [18]. Самки откладывают яйца (Рисунок 7), которые откашливаются, проглатываются и выводятся с фекалиями в окружающую среду, где они созревают и становятся заразными примерно через 40-60 дней [5, 10, 79]. Кошка заражается, проглатывая яйца с личинками, которые находятся в окружающей среде (Рисунок 8). В кишечнике из яиц вылупляются личинки, которые в течение 1 недели мигрируют с током крови или лимфы в легкие, где они проникают в слизистую оболочку и достигают зрелости примерно через 6 недель [5]. Было выдвинуто предположение, что дождевые черви могут быть вовлечены в цикл развития в качестве факультативных промежуточных или паратенических хозяев, хотя их фактическая роль до сих пор не выяснена [7, 10].

Рисунок 7. Яйцо Capillaria aerophila в фекалиях кошки.

Эпидемиология

Инфекция обычно встречается у диких животных, но в последнее десятилетие в клинических описаниях и эпидемиологических исследованиях были описаны нематоды у собак и кошек из Европы [20, 21, 78], Северной Америки [15, 18] и Австралии [5, 41]. Случаи заражения были описаны у людей из Украины, России, Марокко, Ирана, Франции и Сербии [21, 48]. Информация о распространенности капилляриоза легких у кошек очень ограничена, хотя есть свидетельства того, что C. aerophila встречается по всему миру и, по-видимому, ареал ее паразитирования расширяется [20, 77, 78]

В Таблице 1 приведены данные о частоте заражения или единичных клинических случаях капилляриоза легких (и элуростронгилеза легких, см. соответствующий раздел) в разных странах.

Трудно оценить влияние факторов в эпидемиологии капилляриоза легких, даже с учетом того, что к ним могут относиться глобальное потепление, перемещение животных из эндемичных в свободные от заболевания области и изменение среды обитания и популяций диких животных [78]. Например, генетические исследования показали, что популяции C. aerophila одновременно заражают домашних и диких животных в тех же регионах [22]. Уничтожение и/или сокращение среды обитания вынуждает диких животных перемещаться в пригородные районы, и, кроме того, успех оральной вакцинации против бешенства повысил устойчивость популяций лис в Европе. Следовательно, резервуарная роль диких животных является вероятным фактором, способствующим распространению капилляриоза легких.

Клиническая значимость

У животных, зараженных C. aerophila, заболевание может либо протекать бессимптомно, либо проявляться нарушениями со стороны органов дыхания, разной степени тяжести, от субклинической или легкой формы заболевания до тяжелой и потенциально смертельной пневмонии. Взрослые паразиты повреждают паренхиму легкого и вызывают бронховезикулярные дыхательные шумы, чихание, свистящее дыхание и хронический сухой или влажный кашель, кашель с отхождением мокроты, особенно при сопутствующем заражении бактериями [77-79]. При заражении большим количеством гельминтов заболевание может привести к летальному исходу из-за осложненной бронхопневмонии и дыхательной недостаточности [7, 15, 41]. Исследование показало, что наиболее распространенными признаками у кошек являются общее расстройство дыхания, одышка, сухой или влажный кашель и чихание, при этом заболевание может протекать и бессимптомно [77].

Клиническая форма капилляриоза наиболее тяжело протекает у молодых, ослабленных животных и/или животных с подавленным иммунитетом, что подтверждается, например, клиническим случаем у кошки с одновременным криптококкозом и вирусом иммунодефицита кошачьих [5]. При вскрытии инфицированных кошек обнаруживают серозный экссудат в месте внедрения гельминтов в трахею и бронхи, а также небольшие кальцифицированные локальные гранулемы по всей паренхиме легкого [41,49]. Гистологическое исследование выявило эрозию слизистой оболочки трахеи с хроническим воспалением подслизистой оболочки и клеточную инфильтрацию непосредственно под паразитом [41].

Капилляриоз у человека может проявляться такими же клиническими симптомами и результатами рентгенологического исследования, что и при новообразованиях в легких: кашель, отхождение слизистой мокроты, кровохарканье, лихорадка, одышка и эозинофилия [48]

Диагноз

Капилляриоз у кошек невозможно диагностировать только на основании клинических признаков, поскольку они, как правило, неспецифичны и сходны с симптомами других клинических состояний. Окончательный диагноз ставят на основании идентификации типичных яиц трихурид в образцах фекалий, при стандартном исследовании кала методом копромикроскопии. Яйца C. aerophila имеют бочкообразную форму с асимметричными биполярными пробками и без утолщения у основания, с сетчатой внешней оболочкой с углублениями и несимметрично расположенными сливающимися выступами и гребнями (Рисунок 7). Длина большой и малой осей яиц составляет около 65 мкм и около 30-40 мкм соответственно [79]. Однако эти яйца имеют морфометрические и морфологические признаки, совпадающие с признаками яиц других трихурид, которые могут выделяться с калом у кошек, то есть яйца власоглавов или других капиллярий, заражающих кошек.

Власоглавы у кошек встречаются крайне редко и только в ограниченных географических областях [10]. Информации об особенностях заражающих кошек нематод рода Trichuris немного, но их яйца имеют симметричные кольцевидные пробки и отличаются по размеру от яиц C. aerophila [10, 78]. Яйца других трихурид, которые можно найти в фекалиях кошачьих, имеют некоторые особенности, сходные с таковыми у C. aerophila, например. Aonchoteca putorii и Pearsonema (Capillaria) feliscati или яйца (Рисунок 8), полученные от хищных птиц или грызунов (например, Capillaria annulata или Capillaria hepatica). Дифференциальные признаки яиц трихурид, которые могут быть обнаружены в образцах кала кошек, представлены в таблице 2.

Таблица 2. Дифференциальные особенности яиц трихурид, которые можно найти в образцах кала кошек. Длина и ширина указаны в микронах.

Рисунок 8. Неинвазионное яйцо капиллярий в фекалиях кошки.

Недавно был зарегистрирован метод диагностического анализа на основе ДНК, специфичный для определенной области гена cox1 C. aerophila. Этот тест имеет специфичность 100 % и чувствительность 97-100 %, таким образом, он позволяет преодолеть ограничения метода обычной микроскопии [21].

Лечение

Ранее информация об антигельминтном лечении кошек, инфицированных легочными гельминтами кошек была крайне ограничена. Сегодня для лечения кошек, зараженных легочными гельминтами Capillarla aerophila, Aelurostongylus brevior и Trongostrongylus brevor (личинки L3, L4 и взрослые) официально показан Бродлайн Спот Он - капли на холку от круглых и ленточных гельминтов, блох и клещей.

Anderson RC. Nematode Parasites of Vertebrates. Their Development and Trasmission. Wallingford, C.A.B. International, UK. 2000; 605-614.
Annoscia G, Latrofa MS, Campbell BE, Giannelli A, Ramos R, Dantas-Torres F, Brianti E, Otranto D. Simultaneous detection of the feline lungworms Troglostrongylus brevior and Aelurostrongylus abstrusus by a newly developed duplex-PCR. Vet. Par. 2014; 199: 172-178.
Ash LR. Helminth parasites of dogs and cats in Hawaii. J. Parasitol. 1962; 48: 6365.
Barrs VR, Swinney GR, Martin P, Nicoll RG. Concurrent Aelurostrongylus abstrusus infection and salmonellosis in a kitten. Aust. Vet. J. 1999; 77: 229-232.
Barrs VR, Martin P, Nicoll RG, Beatty JA, Malik R. Pulmonary cryptococcosis and Capillaria aerophila infection in an FIV-positive cat. Aust. Vet. J. 2000; 78: 154-158
Barutzki D, Schaper R. Occurrence and regional distribution of Aelurostrongylus abstrusus in cats in Germany. Parasitol. Res. 2013; 112: 855-861.
Bowman DD. Georgi’s parasitology for veterinarians. 7th ed., Saunders Company, Philadelphia, U.S.A. 1999.
Bowman DD. Respiratory System Parasites of the Dog and Cat (Part I): Nasal Mucosa and Sinuses, and Respiratory Parenchyma. In Companion and Exotic Animal Parasitology, International Veterinary Information Service 2000; http://www.ivis.org/advances/parasit_bowman/ddb_resp/ivis.pdf
Bowman DD. Respiratory System Parasites of the Dog and Cat (Part II): Trachea and Bronchi, and Pulmonary Vessels. In Companion and Exotic Animal Parasitology, International Veterinary Information Service 2000; http://www.ivis.org/advances/parasit_bowman/ddb_resp2/ivis.pdf
Bowman DD, Hendrix CM, Lindsay DS, Barr SC. Feline Clinical Parasitology. Iowa State University, Blackwell Science Company, U.S.A. 2002.
Brianti E, Gaglio G, Giannetto S, Annoscia G, Latrofa MS, Dantas-Torres F, Traversa D, Otranto D. Troglostrongylus brevior and Troglostrongylus subcrenatus (Strongylida: Crenosomatidae) as agents of broncho-pulmonary infestation in domestic cats. Parasit. Vectors. 2012; 5: 178.
Brianti E, Gaglio G, Napoli E, Falsone L, Giannetto S, Latrofa MS, Giannelli A, Dantas-Torres F, Otranto D. Evidence for direct transmission of the cat lungworm Troglostrongylus brevior (Strongylida: Crenosomatidae). Parasitology 2013; 140: 821-824.
Brianti E, Giannetto S, Dantas-Torres F, Otranto D. Lungworms of the genus Troglostrongylus (Strongylida: Crenosomatidae): neglected parasites for domestic cats. Vet. Parasitol. 2014; 202: 104-112.
Briggs KR, Yaros JP, Lucio-Foster A, Lee AC, Bowman DD. Detecting Aelurostrongylus abstrusus-specific IgG antibody using an immunofluorescence assay. J. Feline. Med. Surg. 2013; 15: 1114-1118.
Burgess H, Ruotsalo K, Peregrine AS, Hanselman B, Abrams-Ogg A. Eucoleus aerophilus respiratory infection in a dog with Addison’s disease. Can. Vet. J. 2008; 49: 389-392.
Burgu A, Sarimehmetoğlu O. Aelurostrongylus abstrusus infection in two cats. Vet. Rec. 2004; 154: 602-604.
Capari, B., Hamel D, Visser M, Winter R, Pfister K, Rehbein S. Parasitic infections of domestic cats, Felis catus, in western Hungary. Vet. Parasitol. 2013; 192: 33-42.
Conboy GA. Helminth parasites of the canine and feline respiratory tract. Vet. Clin. North. Am. Small. Anim. Pract. 2009; 39: 1109-1126.
Dennler M, Bass DA, Guitierrez-Crespo B, Schnyder M, Guscetti F, Di Cesare A, Deplazes P, Kircher PR, Glaus TM. Thoracic computed tomography, angiographic computed tomography, and pathology findings in six cats experimentally infected with Aelurostrongylus abstrusus. Vet. Radiol. Ultrasound. 2013; 54: 459-469.
Di Cesare A, Castagna G, Meloni S, Milillo P, Latrofa MS, Otranto D, Traversa D. Canine and feline infections by cardiopulmonary nematodes in Central and Southern Italy. Par. Res. 2011; 109: S87-S96.
Di Cesare A, Castagna G, Otranto D, Meloni S, Milillo P, Latrofa MS, Paoletti B, Bartolini R, Traversa D. Molecular diagnosis of Capillaria aerophila, an agent of canine and feline pulmonary capillariosis. J. Clin. Microbiol. 2012; 50: 1958-1963.
Di Cesare A, Otranto D, Latrofa MS, Meloni S, Castagna G, Morgan E, Conboy G, Lalosevic D, Mihalca AD, Padre L, Gherman C, Traversa D. Genetic characterization of Eucoleus aerophilus from different hosts and Countries. Mappe Parassitologiche 2012; 18: 158.
Di Cesare A, Frangipane di Regalbono A, Tessarin C, Seghetti M, Iorio R, Simonato G, Traversa D. Mixed infection by Aelurostrongylus abstrusus and Troglostrongylus brevior in kittens from the same litter in Italy. Parasitol. Res. 2014; 113: 613-618.
Dirven M, Szatmári V, van den Ingh T, Nijsse R. Reversible pulmonary hypertension associated with lungworm infection in a young cat. J. Vet. Cardiol. 2012; 14: 465-474.
Ellis AE, Brown CA, Yabsley MJ. Aelurostrongylus abstrusus larvae in the colon of two cats. J. Vet. Diagn. Invest. 2010; 22: 652-655.
Fitzsimmons WM. Bronchostrongylus subcrenatus (Railliet & Henry, 1913) a new parasite recorded from the domestic cat. Vet. Rec. 1961; 73: 101-102.
Foster SF, Martin P, Allan GS, Barrs VR, Malik R. Lower respiratory tract infections in cats: 21 cases (1995-2000). J. Feline Med. Surg. 2004; 6: 167-180.
Foster SF, Martin P. Lower respiratory tract infections in cats: reaching beyond empirical therapy. J. Feline Med. Surg. 2011; 3: 313-332.
Gaglio G, Brianti E, Brucato G, Risitano AL, Otranto D, Lia RP, Mallia E, Anile S, Giannetto S. Helminths of the wildcat (Felis silvestris silvestris) in Southern Italy. Parassitologia 2010; 52: 274-275. ISSN 0048-2951.
Gerdin JA, Slater MR, Makolinski KV, Looney AL, Appel LD, Martin NM, McDonough SP. Post-mortem findings in 54 cases of anesthetic associated death in cats from two spay-neuter programs in New York State. J. Feline Med. Surg. 2011; 13:959-966.
Gerichter CB. Studies on the nematodes parasitic in the lungs of felidae in Palestine. Parasitology 1949; 39: 251-262.
Giannelli A, Ramos RA, Annoscia G, Di Cesare A, Colella V, Brianti E, Dantas-Torres F, Mutafchiev Y, Otranto D. Development of the feline lungworms Aelurostrongylus abstrusus and Troglostrongylus brevior in Helix aspersa snails. Parasitol. 2013; 141: 563-569.
Grandi G, Calvi LE, Venco L, Paratici C, Genchi C, Memmi D, Kramer LH. Aelurostrongylus abstrusus (cat lungworm) infection in five cats from Italy. Vet. Parasitol. 2005; 134: 177-182.
Hamilton JM. Aelurostrongylus abstrusus infestation of the cat. Vet. Rec. 1963; 75: 417-422.
Hamilton JM, McCaw AW. The output of first stage larvae by cats infested with Aelurostrongylus abstrusus. J. Helminthol. 1968; 42: 295-298.
Hamilton JM, Roberts RJ. Immunofluorescence as a diagnostic procedure in lungworm disease of the cat. Vet Rec. 1968; 83: 401-403.
Hamilton JM, Weatherley A, Chapman AJ. Treatment of lungworm disease in the cat with fenbendazole. Vet. Rec. 1984; 114: 40-41.
Hawkins EC. Pulmonary parenchymal diseases. In: Ettinger SJ,Feldman EC, eds. Textbook of veterinary internal medicine. 5th ed. Phila[1]delphia: Saunders, 2000.
Headley SA. Aelurostrongylus abstrusus induced pneumonia in cats: pathological and epidemiological findings of 38 cases (1987-1996). Semina: Ciências Agrárias, Londrina. 2005; 26: 373-380.
Hobmaier M, Hobmaier A. Intermediate Hosts of Aelurostrongylus abstrusus of the cat. In Proceedings of the Society for Experimental Biology and Medicine. 1935; 32: 1641-1646.
Holmes PR, Kelly JD. Capillaria aerophila in the domestic cat in Australia. Aust. Vet. J. 1973; 49: 472-473.
Iannino F, Iannetti L, Paganico D, Podaliri Vulpiani M. Evaluation of the efficacy of selamectin spot-on in cats infested with Aelurostrongylus abstrusus (Strongylida, Filariodidae) in a Central Italy cat shelter. Vet. Parasitol. 2013; 197: 258-262.
Jefferies R, Vrhovec MG, Wallner N, Catalan DR. Aelurostrongylus abstrusus and Troglostrongylus sp. (Nematoda Metastrongyloidea) infections in cats inhabiting Ibiza, Spain. Vet. Parasitol. 2010; 173: 344-348.
Juste RA, Garcia AL, Mencía L. Mixed infestation of a domestic cat by Aelurostrongylus abstrusus and Oslerus rostratus. Angew. Parasitol. 1992; 33: 56-60.
Klewer HL. The incidence of helminth lung parasites of Lynx rufus rufus (Schabes) and the life cycle of Anafilaroides rostratus (Gerichter). J. Parasitol. 1958; 44: 29.
Knaus M, Kusi I, Rapti D, Xhaxhiu D, Winter R, Visser M, Rehbein S. Endoparasites of cats from the Tirana area and the first report on Aelurostrongylus abstrusus (Railliet, 1898) in Albania. Wien. Klin. Wochenschr. 2011; 123: 31-35
Lacorcia, L, Gasser RB, Anderson GA, Beveridge I. Comparison of bronchoalveolar lavage fluid examination and other diagnostic techniques with the Baermann technique for detection of naturally occurring Aelurostrongylus abstrusus infection in cats. J. Am. Vet. Med. Assoc. 2009; 235: 43-49.
Lalošević D, Lalošević V, Klem I, Stanojev-Jovanović D, Pozio E. Pulmonary capillariasis miming bronchial carcinoma. Am. J. Trop. Med. Hyg. 2008; 78: 14-16.
Lautenslaugther JP. Internal helminths of cats. Vet. Clin. North. Am. Small. Anim. Pract. 1976; 6: 353-365.
Lewis DT, Merchant SR, Neer TM. Ivermectin toxicosis in a kitten. J. Am. Vet. Med. Assoc. 1994; 205: 584-586
López C, Panadero R, Paz A, Sánchez-Andrade R, Díaz P, Díez-Baños P, Morrondo P. Larval development of Aelurostrongylus abstrusus (Nematoda, Angiostrongylidae) in experimentally infected Cernuella (Cernuella) virgata (Mollusca, Helicidae). Parasitol. Res. 2005; 95: 13-16.
Losonsky JM, Thrall DE, Prestwood AK. Radiographic evaluation of pulmonary abnormalities after Aelurostrongylus abstrusus inoculation in cats. Am. J. Vet. Res. 1983; 44: 478-482
Mahaffey MB. Radiographic-pathologic findings in experimental Aelurostrongylus abstrusus infection in cats. J. Am. Vet. Rad. Soc. 1979; 20: 81.
Millán J, Casanova JC. High prevalence of helminth parasites in feral cats in Majorca Island (Spain). Parasitol. Res. 2009; 106: 183-188.
Mircean V, Titilincu A, Vasile C. Prevalence of endoparasites in household cat (Felis catus) populations from Transylvania (Romania) and association with risk factors. Vet. Parasitol. 2010; 171: 163-166.
Naylor JR, Hamilton JM, Weatherley AJ. Changes in the ultrastructure of feline pulmonary arteries following infection with the lungworm Aelurostrongylus abstrusus. Br. Vet. J. 1984; 140: 181-90.
Otranto D, Brianti E, Dantas-Torres F. Troglostrongylus brevior and a nonexistent ‘dilemma’. Trends Parasitol. 2013; 29: 517-8.
Paggi L. Segnalazione, in Italia Centrale, di Troglostrongylus sp. parassita dei polmoni di felidi. Parassitologia 1959; 1: 80-81 (in Italian).
Patz JA, Graczyk , Galler N, Vittor AY. Effects of environmental change on emerging parasitic diseases. Int. J. Parasitol. 2000; 30: 1395-1405.
Payo-Puente P, Diez A, Gonzalo-Orden JM, Notomi MK, Rodríguez-Altónaga JA, Rojo-Vázquez FA, Orden MA. Computed tomography in cats infected by Aelurostrongylus abstrusus: 2 clinic cases. Intern. J. Appl. Res. Vet. Med. 2005; 3: 339-343.
Payo-Puente P, Botelho-Dinis M, Carvaja Urueña AM, Payo-Puente M, Gonzalo-Orden JM, Rojo-Vazquez FA. Prevalence study of the lungworm Aelurostrongylus abstrusus in stray cats of Portugal. J. Feline. Med. Surg. 2008; 10: 242-246.
Pechman RD. Newer knowledge of feline bronchopulmonary disease. Vet. Clinics North. Am. Sm. Anim. Pract. 1984; 14: 1007-1019.
Railliet A, Henry A. Un Haemostrongylus des bronches du Leopard. Bull. Soc. Pathol. Exot. Filiales. 1913; IV: 451-453.
Ramos RA, Giannelli A, Dantas-Torres F, Brianti E, Otranto D. Survival of first-stage larvae of the cat lungworm Troglostrongylus brevior (Strongylida: Crenosomatidae) under different conditions. Exp. Parasitol. 2013; 135: 570-572.
Reinhardt S, Ottenjann M, Schunack B, Kohn B. Lungworm disease (Aelurostrongylus abstrusus) in a cat. Kleintierpraxis. 2004, 49: 239-246.
Ribeiro VM, Lima WS. Larval production of cats infected and re-infected with Aelurostrongylus abstrusus (Nematoda: Protostrongylidae). Rev. Méd. Vét. 2001, 152: 815-829.
Scott DW. Current knowledge of Aelurostrongylosis in the cat: literature review and case reports. Cornell Vet. 1973; 63: 483-500.
Seneviratna P. Parasitic bronchitis in cats due to the nematode Anafilaroides rostratus Gerichter, 1949. J. Comp. Pathol. 1958; 68: 352-358.
Seneviratna P. Studies on Anafilaroides rostratus Gerichter, 1949 in cats. The adult and its first stage larva. J. Helminthol. 1959; 33: 99-108.
Stockdale PH. The pathogenesis of the lesions elicited by Aelurostrongylus abstrusus during its prepatent period. Pathol. Vet. 1970; 7:102-115.
Tamponi C, Varcasia A, Brianti E, Pipia AP, Frau V, Pinna Parpaglia ML, Sanna G, Garippa G, Otranto D, Scala A. New insights on metastrongyloid lungworms infecting cats of Sardinia, Italy. Vet Parasitol. 2014; 203: 222-226.
Traversa D, Di Cesare A., Milillo P, Iorio R, Otranto D. Aelurostrongylus abstrusus in a feline colony from central Italy: clinical features, diagnostic procedures and molecular characterization. Parasitol. Res. 2008; 103: 1191-1196.
Traversa D, Lia RP, Iorio R, Boari A, Paradies P, Capelli G, Avolio S, Otranto D. Diagnosis and risk factors of Aelurostrongylus abstrusus (Nematoda, Strongylida) infection in cats from Italy. Vet. Parasitol. 2008; 153: 182-186.
Traversa D, Iorio R, Otranto D. Diagnostic and clinical implications of a nested PCR specific for ribosomal DNA of the feline lungworm Aelurostrongylus abstrusus (Nematoda, Strongylida). J. Clin. Microbiol. 2008; 46: 1811-1817.
Traversa D, Milillo P, Di Cesare A, Lohr B, Iorio R, Pampurini F, Schaper R, Bartolini R, Heine J. Efficacy and safety of emodepside 2.1%/praziquantel 8.6% spot-on formulation in the treatment of feline aelurostrongylosis. Parasitol. Res. 2009; 105: 83-89.
Traversa D, Di Cesare A, Milillo P, Lohr B, Iorio R, Pampurini F, Schaper R,Paoletti B, Heine J. Efficacy and safety of imidacloprid 10%/moxidectin 1%spot-on formulation in the treatment of feline aelurostrongylosis. Parasitol. Res. 2009; 105: 55-62.
Traversa D, Di Cesare A, Milillo P, Iorio R, Otranto D. Infection by Eucoleus aerophilus in dogs and cats: is another extra-intestinal parasitic nematode of pets emerging in Italy? Res. Vet. Sci. 2009; 87: 270-272.
Traversa D, Di Cesare A, Conboy G. Canine and feline cardiopulmonary parasitic nematodes in Europe: emerging and underestimated. Parasit. Vectors. 2010; 3:62.
Traversa D, Di Cesare A, Lia RP, Castagna G, Meloni S, Heine J, Strube K, Milillo P, Otranto D, Meckes O, Schaper R. New insights into morphological and biological features of Capillaria aerophila (Trichocephalida, Trichuridae). Par Res 2011; 109: S97-S104.
Traversa D, Di Cesare A, Di Giulio E, Castagna G, Schaper R, Braun G,Lohr B, Pampurini F, Milillo P, Strube K. Efficacy and safety of imidacloprid 10% / moxidectin 1% spot-on formulation in the treatment of feline infection by Capillaria aerophila. Parasitol. Res. 2012; 111: 1793-1798.
Traversa D, Di Cesare A. Feline lungworms: what a dilemma. Trends Parasitol. 2013; 29: 423-430.
Watson T.G, Nettles VF, Davidson WR. Endoparasites and selected infectious agents in bobcats (Felis rufus) from West Virginia and Georgia. J. Wildl. Dis. 1981; 4:547-554.
Knaus M, Chester, Rosentel J, Kühnert A, Rehbein S. Efficacy of a novel tropical combination of fipronil, (s)-methopren, eprinomectin and praziquantel against larval and adult stages of the cat lungworm, Aelurostrongylus abstrusus. Vet parasitol. 2014; 202: 64-68.