Элуростронгилез у кошек: этиология, клинические симптомы, методы профилактики и лечения

Элуростронгилез

Этиология

Легочная нематода Aelurostrongylus abstrusus (Круглые черви, Metastrongyloidea, Angiostrongylidae) поражает легкие домашних кошек (Feiis silvestris catus). Длина зрелых особей составляет 5-6 мм (самцы) и 9-10 (самки) мм, паразиты находятся в узелках внутри бронхиол, альвеолярных протоков и альвеол. Самки откладывают яйца, развитие которых происходит в паренхиме легких. Личинки первой стадии (L1) проходят вверх по дыхательным путям в глотку, где они проглатываются и выводятся из организма в окружающую среду с фекалиями [1, 10]. Личинки первой стадии продолжают свой цикл развития в промежуточных хозяевах, то есть слизнях и улитках, в которых они достигают третьей, инфекционной личиночной стадии (L3) [1, 35, 40, 51]. Кошки заражаются при проглатывании моллюсков или промежуточных хозяев, например, грызунов, лягушек, ящериц, змей, птиц [1, 40]. После попадания в желудочно-кишечный тракт организма хозяина личинки мигрируют в легкие через кровеносные и лимфатические сосуды и развиваются в легких в течение четырех-пяти недель [1, 34, 35, 67, 70].

Эпидемиология

Aelurostrongylus abstrusus могут заражаться все кошки независимо от среды обитания, образа жизни, породы и пола. Заражение A. abstrusus обнаруживали у бродячих, диких и домашних животных [30, 47, 72, 73]. Безусловно, домашние кошки, содержащиеся преимущественно в домах и квартирах, которые редко выходят на улицу, в значительно меньшей степени подвержены риску заражения A. abstrusus, в то время как кошки, живущие на открытом воздухе, имеющие доступ к большой территории, где они могут бродить и охотиться, имеют больше возможностей для поедания моллюсков и/или охоты. Исследования, проведенные в Бразилии [39] и Италии [73], показали, что бродячие и свободно перемещающиеся молодые кошки значительно чаще оказываются заражены A. abstrusus. Напротив, исследование, проведенное в Австралии, выявило высокую распространенность у старых кошек (в полудикой городской популяции), это объясняется тем, что в течение своей жизни животные имели больше возможностей для охоты и проглатывания личинок третьей стадии, по сравнению с молодыми животными [47].

Также в Восточной Европе инфекция больше распространена в сельской местности и у взрослых кошек [17, 46, 55]. Нематода распространена по всему миру, что подтверждается сообщениями о случаях заражения почти во всех странах Европы, часто в Австралии и Америке, а иногда в Азии и Африке [6, 27, 30, 39, 78]. Географический ареал обитания A. abstrusus продолжает расширяться, хотя предполагаемые причины этого явления носят теоретический характер. Развитие и выживание брюхоногих моллюсков зависит от температуры, влажности и наличия воды, поэтому одним из наиболее важных факторов, способствующих распространению трансмиссивных патогенных микроорганизмов, является глобальное потепление. Хотя никакой конкретной информации о A. abstrusus нет, было высказано предположение, что распространение паразитозов, передаваемых моллюсками, вызвано изменением климата [59, 78].

Следовательно, при сходных биологических циклах те же факторы, которые способствуют распространению других паразитов, переносимых моллюсками, вероятно, также будут влиять и на A. abstrusus [78].

В Таблице 1 приведены данные о частоте заражения или единичных клинических случаях элуростронгилеза (и капилляриоза легких, см. соответствующий раздел) в разных странах.

Клиническая значимость

Влияние A abstrusus было продемонстрировано на основании клинических случаев, макро- и гистопатологических изменений, результатов КТ-диагностики грудной клетки и ангиографического исследования, выявления признаков воспаления при цитологическом исследовании и продолжительности повреждения легких [19, 24, 28, 33, 47, 56, 72, 73]. Выделение яиц взрослыми особями A abstrusus и миграция личинок вызывают сильную ответную воспалительную реакцию, приводящую к развитию гранулематозной пневмонии с поражением альвеол, бронхиол и легочных артерий [19, 30, 56]. В легких инфицированных кошек присутствуют серовато-желтоватые субплевральные узелки размером 1-20 мм (Рисунок 1), содержащие скопления яиц, личинок и взрослых особей [11, 34, 39, 67]. Бронхиолы, альвеолярные протоки и альвеолы заполняются паразитами и клеточным инфильтратом (Рисунок 2), что приводит к уменьшению доступной для газообмена площади поверхности [30, 39]. Развиваются гипертрофия и гиперплазия мышечной оболочки легочных артерий, из-за гипертрофии гладких мышц нарушается работа легких [39].

Рисунок 1. Субплевральные, серовато-беловатые, сливающиеся гранулематозные узелки, содержащие паразитов, с поражением паренхимы обоих легких у кошки, умершей от дыхательной недостаточности, развившейся при тяжелой форме элуростронгилеза.

Рисунок 2. Гистологические изменения в легком кошки, окрашенном гематоксилином и эозином (100X). Альвеолярный просвет заполнен несколькими зрелыми особями и личинками Aelurostronqylus abstrusus. В окружающей паренхиме наблюдается смешанный воспалительный инфильтрат.

Клинические признаки зависят от количества гельминтов, состояния здоровья, возраста и иммунного ответа зараженного животного [49, 60, 67]. Действительно, A abstrusus приводит к широкому спектру клинических нарушений, от бессимптомной, субклинической или легкой формы заболевания до тяжелой, потенциально смертельной пневмонии, хотя такие случаи происходят редко. При легкой форме заболевания, которая чаще встречается у взрослых кошек и/или в случае небольшого количества гельминтов в организме, инфекция может быть локальной, и симптомы поражения органов дыхания постепенно и самопроизвольно исчезают в течение нескольких недель [49, 67, 78]. Элуростронгилез, как правило, проявляется слабым или интенсивным хроническим кашлем, чиханием, хрипами, слизисто-гнойными выделениями из носа, одышкой, учащенным дыханием, учащенным сердцебиением, тяжелым дыханием брюшного типа через рот и даже может привести к смерти [24, 34, 66, 72, 73, 78]. Могут также возникать общие нарушения состояния, такие как сонливость, депрессия и снижение массы тела [33, 34]. Тяжелые респираторные признаки и смерть чаще встречаются у молодых, ослабленных животных и/или у кошек с угнетенным иммунитетом [62]. Клинические случаи могут осложняться гнойным плевритом и пневмотораксом, когда мигрирующие личинки переносят кишечные бактерии [4]. Зарегистрированы случаи смертельного исхода при применении анестезии на фоне заражения A abstrusus [30]. Смерть зараженных кошек при седации или анестезии, вероятно, связана с нарушением компенсации при уменьшении площади поверхности газообмена и возможной легочной гипертензии. Эти изменения вызывают внезапное снижение насыщения крови кислородом и снижение наполнения левого желудочка. Кошки могут умереть от сочетания нарушения перфузии и вентиляции легких, гипоксии и системной гипотонии, что может привести к сердечно-сосудистому коллапсу и остановке сердца [30].

Тем не менее, влияние сосудистых изменений на развитие легочной гипертензии при элуростронгилезе еще предстоит установить. Этот клинический признак был описан [24], но существует очень мало данных о случаях его возникновения при элуростронгилезе. В исследовании, на основании результатов ангиографической компьютерной томографии выявили воспалительные изменения легочных артерий и признаки увеличения проницаемости сосудов или тромбообразования [19]. Поражения в сосудах легких, потенциально приводящие к легочной гипертонии, были описаны также в более ранних исследованиях [56, 70].

Диагноз

Элуростронгилез кошек трудно дифференцировать в условиях современной ветеринарной практики, потому что при постановке дифференциального диагноза следует учитывать другие частично совпадающие состояния, например, присутствие других паразитов, микозы, вирусные и бактериальные инфекции, полипы носоглотки, аллергический бронхит, инородные тела и новообразования в дыхательных путях [19, 28, 78]. Ветеринарные специалисты, как правило, неправильно диагностируют элуростронгилез и рассматривают это состояние как аллергическое респираторное заболевание или хронический бронхит/бронхиальную астму у кошек [28]. Поскольку применяется симптоматическое лечение, у инфицированной кошки может наблюдаться улучшение клинических признаков после введения кортикостероидов и бронходилататоров, и поэтому у врачей нет оснований подозревать, что они ошиблись при постановке диагноза [18, 28]. Рентгенографические данные зависят от количества гельминтов в организме и хронического характера заболевания. Самые ранние изменения, наблюдаемые через 2-3 недели после заражения, включают утолщение бронхов и небольшие, плохо выраженные узелки в области легких, преимущественно в хвостовых долях. Изменения альвеолярного рисунка может возникать через 5–21 неделю после заражения, и после выздоровления утолщение бронхиальной стенки и повышенная непрозрачность интерстициальной ткани обычно сохраняются в течение нескольких месяцев [52, 53]. Изменения бронхиального и интерстициального рисунка (Рисунок 3), обычно наблюдаемые после частичного улучшения состояния при поражении альвеол, усложняют диагностику заболевания, поскольку они частично совпадают с изменениями, возникающими при других бронхиальных заболеваниях кошек [52 53].

Рисунок 3. Рентгеновский снимок короткошерстной кошки с элуростронгилезом, боковая проекция грудной клетки: в хвостовых долях легких интенсивное затенение бронхов и интерстициальной ткани, которое затрудняет визуализацию сосудистой системы легких.

Компьютерная томография (КТ) обеспечивает получение изображений легких с более высоким разрешением, по сравнению с обычным рентгенографическим исследованием, и может быть полезна для определения плохо выраженных стенок бронхов и узелковых образований [60]. Тем не менее, при оценке изображений, полученных методом компьютерной томографии, трудно дифференцировать элуростронгилез от других заболеваний легких, к тому же оборудование для компьютерной томографии часто недоступно.

Применение классических серологических анализов (например, непрямой тест на флуоресцентные антитела, IFAT) ограничено перекрестной реактивностью с антигенами других эндопаразитов и неудовлетворительной возможностью отличить перенесенную инфекцию от существующей [36]. Антитела к A. abstrusus, определяемые методом IFAT в сыворотках как экспериментально, так и естественно инфицированных кошек показали свою перспективность в отношении чувствительности и специфичности [14].

Подозрение на элуростронгилез, составленное на основании клинических признаков, подтверждается результатами микроскопического исследования кала, проводившегося с целью обнаружения личинок первой стадии (Рисунок 4) в фекалиях инфицированной кошки. Такие методы, как мазки фекалий и классические методы седиментации и флотации мало эффективны для диагностики из-за невозможности гарантированно обеспечить присутствие личинок в образце, недостаточного размера образца и недостаточной чувствительности методов [8, 78]. Надежность классического метода микроскопического исследования кала зависит от используемого раствора и периода времени, поскольку концентрированные растворы с высокой удельной массой вызывают осмотическое повреждение личинок и их обезвоживание. У обезвоженных и/или утонувших личинок (Рисунок 5) могут отсутствовать морфологические детали, поэтому их очень трудно обнаружить и опознать [67, 78] Метод миграции Берманна является золотым стандартом для диагностики элуростронгилеза кошек, чувствительность метода составляет около 90 %, хотя для обнаружения личинок требуется 24-36 часов, а для распознавания личинок первой стадии требуется определенный навык [47, 78]

Знание особенностей личинок первой стадии A abstrusus (Рисунок 4) имеет решающее значение для правильной диагностики в клинической практике. Согласно данным, полученным из научных литературных источников, личинки первой стадии A abstrusus имеют длину от 360 до 400 мкм [8, 10, 11, 13, 44, 47, 51, 60, 61, 67], округлую головку с ротовым отверстием на конце и изогнутый (S-образный) хвост с отчетливыми узелковыми или маленькими шиповидными образованиями на концах выступов кутикулы [13, 31, 43, 78] (Рисунок 4).

Сообщалось также о личинках меньшей длины, примерно до 300 мкм, эти случаи заболевания элуростронгилезом были подтверждены результатами гистологического анализа [25] и генетической оценки [43]. Следовательно, идентификация личинок первой стадии A abstrusus должна быть основана также на морфологических особенностях (т.е. форма головы и хвоста), а не только на результатах измерения их размеров [13, 57, 81]. Личинки первой стадии A abstrusus необходимо отличать от таковых у других легочных нематод (см. соответствующие разделы), от личинок анкилостомы, которые могут присутствовать в образцах, оставленных для инкубации, от свободно живущих нематод, которые могут присутствовать в образцах, отобранных с поверхности почвы [78]

Рисунок 4. Личинки первой стадии Aelurostrongylus abstrusus.

Микроскопическое исследование кала не позволяет выявить возбудителя в период паразитарной инкубации, а также в период, когда не происходит выделения личинок из организма хозяина, даже при наличии серьезных клинических признаков. Фактически, личинки первой стадии периодически выделяются у кошек с хронической инфекцией, у которых происходит чередование циклов выделения и отсутствия выделения личинок [34, 66]. Следовательно, ложноотрицательные образцы оказываются частым явлением, и необходимо проведение повторных исследований [67, 78]

Личинки первой стадии могут быть обнаружены в других образцах, например, мазках или смывах трахеи, бронхоальвеолярном лаваже (БАЛ) (Рисунок 6), плевральном выпоте, откашливаемом материале, транстрахеальной промывочной жидкости. Эти подходы являются инвазивными, имеют потенциальные риски и не всегда обеспечивают обнаружение личинок первой стадии из-за отсутствия значительного поражения легочной ткани, ограниченного количества личинок первой стадии, в период паразитарной инкубации, или из-за неудовлетворительного восстановления образца [78].

Исследование БАЛ является менее чувствительным методом, чем метод миграции Берманна, но одновременное использование обоих методов может быть предложено для обнаружения непостоянного выделения личинок первой стадии с фекалиями [47].

Рисунок 5. Обезвоженные и утонувшие личинки первой стадии Aelurostrongylus abstrusus.

Для преодоления ограничений классических методов диагностики была проведена оценка метода вложенной ПЦР на основе генетических маркеров в рибосомальной ДНК (рДНК). Этот анализ показал 100 % специфичность и чувствительность, достигавшую 96,6 % при использовании на образцах мазка из глотки, а также позволил диагностировать заболевание у кошек, для которых были получены отрицательные результаты при использовании классических диагностических методов [74].

Методы лечения элуростронгилеза кошек

В течение длительного времени сведения о лечении элуростронгилеза кошек были скудными, и большая часть информации получена из эпизодических и эмпирических протоколов, в основном составленных на основании отдельных случаев заболевания или небольших сериях случаев.

Сегодня для лечения и профилактики элуростонгилеза у кошек применяют Бродлайн Спот Он - это капли на холку от круглых (в т.ч. от Aelurostrongylus abstrusus), ленточных гельминтов, блох и клещей кошек. 

Рисунок 6. Первая стадия личинки Aelurostrongylus abstrusus в бронхоальвеолярном лаваже.

1. Anderson RC. Nematode Parasites of Vertebrates. Their Development and Trasmission. Wallingford, C.A.B. International, UK. 2000; 605-614.
2. Annoscia G, Latrofa MS, Campbell BE, Giannelli A, Ramos R, Dantas-Torres F, Brianti E, Otranto D. Simultaneous detection of the feline lungworms Troglostrongylus brevior and Aelurostrongylus abstrusus by a newly developed duplex-PCR. Vet. Par. 2014; 199: 172-178.
3. Ash LR. Helminth parasites of dogs and cats in Hawaii. J. Parasitol. 1962; 48: 6365.
4. Barrs VR, Swinney GR, Martin P, Nicoll RG. Concurrent Aelurostrongylus abstrusus infection and salmonellosis in a kitten. Aust. Vet. J. 1999; 77: 229-232.
5. Barrs VR, Martin P, Nicoll RG, Beatty JA, Malik R. Pulmonary cryptococcosis and Capillaria aerophila infection in an FIV-positive cat. Aust. Vet. J. 2000; 78: 154-158

6. Barutzki D, Schaper R. Occurrence and regional distribution of Aelurostrongylus abstrusus in cats in Germany. Parasitol. Res. 2013; 112: 855-861.

7. Bowman DD. Georgi’s parasitology for veterinarians. 7th ed., Saunders Company, Philadelphia, U.S.A. 1999.

8. Bowman DD. Respiratory System Parasites of the Dog and Cat (Part I): Nasal Mucosa and Sinuses, and Respiratory Parenchyma. In Companion and Exotic Animal Parasitology, International Veterinary Information Service 2000; http://www.ivis.org/advances/parasit_bowman/ddb_resp/ivis.pdf
9. Bowman DD. Respiratory System Parasites of the Dog and Cat (Part II): Trachea and Bronchi, and Pulmonary Vessels. In Companion and Exotic Animal Parasitology, International Veterinary Information Service 2000; http://www.ivis.org/advances/parasit_bowman/ddb_resp2/ivis.pdf
10. Bowman DD, Hendrix CM, Lindsay DS, Barr SC. Feline Clinical Parasitology. Iowa State University, Blackwell Science Company, U.S.A. 2002.
11. Brianti E, Gaglio G, Giannetto S, Annoscia G, Latrofa MS, Dantas-Torres F, Traversa D, Otranto D. Troglostrongylus brevior and Troglostrongylus subcrenatus (Strongylida: Crenosomatidae) as agents of broncho-pulmonary infestation in domestic cats. Parasit. Vectors. 2012; 5: 178.
12. Brianti E, Gaglio G, Napoli E, Falsone L, Giannetto S, Latrofa MS, Giannelli A, Dantas-Torres F, Otranto D. Evidence for direct transmission of the cat lungworm Troglostrongylus brevior (Strongylida: Crenosomatidae). Parasitology 2013; 140: 821-824.
13. Brianti E, Giannetto S, Dantas-Torres F, Otranto D. Lungworms of the genus Troglostrongylus (Strongylida: Crenosomatidae): neglected parasites for domestic cats. Vet. Parasitol. 2014; 202: 104-112.
14. Briggs KR, Yaros JP, Lucio-Foster A, Lee AC, Bowman DD. Detecting Aelurostrongylus abstrusus-specific IgG antibody using an immunofluorescence assay. J. Feline. Med. Surg. 2013; 15: 1114-1118.
15. Burgess H, Ruotsalo K, Peregrine AS, Hanselman B, Abrams-Ogg A. Eucoleus aerophilus respiratory infection in a dog with Addison’s disease. Can. Vet. J. 2008; 49: 389-392.
16. Burgu A, Sarimehmetoğlu O. Aelurostrongylus abstrusus infection in two cats. Vet. Rec. 2004; 154: 602-604.
17. Capari, B., Hamel D, Visser M, Winter R, Pfister K, Rehbein S. Parasitic infections of domestic cats, Felis catus, in western Hungary. Vet. Parasitol. 2013; 192: 33-42.
18. Conboy GA. Helminth parasites of the canine and feline respiratory tract. Vet. Clin. North. Am. Small. Anim. Pract. 2009; 39: 1109-1126.
19. Dennler M, Bass DA, Guitierrez-Crespo B, Schnyder M, Guscetti F, Di Cesare A, Deplazes P, Kircher PR, Glaus TM. Thoracic computed tomography, angiographic computed tomography, and pathology findings in six cats experimentally infected with Aelurostrongylus abstrusus. Vet. Radiol. Ultrasound. 2013; 54: 459-469.
20. Di Cesare A, Castagna G, Meloni S, Milillo P, Latrofa MS, Otranto D, Traversa D. Canine and feline infections by cardiopulmonary nematodes in Central and Southern Italy. Par. Res. 2011; 109: S87-S96.
21. Di Cesare A, Castagna G, Otranto D, Meloni S, Milillo P, Latrofa MS, Paoletti B, Bartolini R, Traversa D. Molecular diagnosis of Capillaria aerophila, an agent of canine and feline pulmonary capillariosis. J. Clin. Microbiol. 2012; 50: 1958-1963.
22. Di Cesare A, Otranto D, Latrofa MS, Meloni S, Castagna G, Morgan E, Conboy G, Lalosevic D, Mihalca AD, Padre L, Gherman C, Traversa D. Genetic characterization of Eucoleus aerophilus from different hosts and Countries. Mappe Parassitologiche 2012; 18: 158.
23. Di Cesare A, Frangipane di Regalbono A, Tessarin C, Seghetti M, Iorio R, Simonato G, Traversa D. Mixed infection by Aelurostrongylus abstrusus and Troglostrongylus brevior in kittens from the same litter in Italy. Parasitol. Res. 2014; 113: 613-618.
24. Dirven M, Szatmári V, van den Ingh T, Nijsse R. Reversible pulmonary hypertension associated with lungworm infection in a young cat. J. Vet. Cardiol. 2012; 14: 465-474.
25. Ellis AE, Brown CA, Yabsley MJ. Aelurostrongylus abstrusus larvae in the colon of two cats. J. Vet. Diagn. Invest. 2010; 22: 652-655.
26. Fitzsimmons WM. Bronchostrongylus subcrenatus (Railliet & Henry, 1913) a new parasite recorded from the domestic cat. Vet. Rec. 1961; 73: 101-102.
27. Foster SF, Martin P, Allan GS, Barrs VR, Malik R. Lower respiratory tract infections in cats: 21 cases (1995-2000). J. Feline Med. Surg. 2004; 6: 167-180.
28. Foster SF, Martin P. Lower respiratory tract infections in cats: reaching beyond empirical therapy. J. Feline Med. Surg. 2011; 3: 313-332.
29. Gaglio G, Brianti E, Brucato G, Risitano AL, Otranto D, Lia RP, Mallia E, Anile S, Giannetto S. Helminths of the wildcat (Felis silvestris silvestris) in Southern Italy. Parassitologia 2010; 52: 274-275. ISSN 0048-2951.
30. Gerdin JA, Slater MR, Makolinski KV, Looney AL, Appel LD, Martin NM, McDonough SP. Post-mortem findings in 54 cases of anesthetic associated death in cats from two spay-neuter programs in New York State. J. Feline Med. Surg. 2011; 13:959-966.
31. Gerichter CB. Studies on the nematodes parasitic in the lungs of felidae in Palestine. Parasitology 1949; 39: 251-262.
32. Giannelli A, Ramos RA, Annoscia G, Di Cesare A, Colella V, Brianti E, Dantas-Torres F, Mutafchiev Y, Otranto D. Development of the feline lungworms Aelurostrongylus abstrusus and Troglostrongylus brevior in Helix aspersa snails. Parasitol. 2013; 141: 563-569.
33. Grandi G, Calvi LE, Venco L, Paratici C, Genchi C, Memmi D, Kramer LH. Aelurostrongylus abstrusus (cat lungworm) infection in five cats from Italy. Vet. Parasitol. 2005; 134: 177-182.
34. Hamilton JM. Aelurostrongylus abstrusus infestation of the cat. Vet. Rec. 1963; 75: 417-422.
35. Hamilton JM, McCaw AW. The output of first stage larvae by cats infested with Aelurostrongylus abstrusus. J. Helminthol. 1968; 42: 295-298.
36. Hamilton JM, Roberts RJ. Immunofluorescence as a diagnostic procedure in lungworm disease of the cat. Vet Rec. 1968; 83: 401-403.
37. Hamilton JM, Weatherley A, Chapman AJ. Treatment of lungworm disease in the cat with fenbendazole. Vet. Rec. 1984; 114: 40-41.
38. Hawkins EC. Pulmonary parenchymal diseases. In: Ettinger SJ,Feldman EC, eds. Textbook of veterinary internal medicine. 5th ed. Phila[1]delphia: Saunders, 2000.
39. Headley SA. Aelurostrongylus abstrusus induced pneumonia in cats: pathological and epidemiological findings of 38 cases (1987-1996). Semina: Ciências Agrárias, Londrina. 2005; 26: 373-380.
40. Hobmaier M, Hobmaier A. Intermediate Hosts of Aelurostrongylus abstrusus of the cat. In Proceedings of the Society for Experimental Biology and Medicine. 1935; 32: 1641-1646.
41. Holmes PR, Kelly JD. Capillaria aerophila in the domestic cat in Australia. Aust. Vet. J. 1973; 49: 472-473.
42. Iannino F, Iannetti L, Paganico D, Podaliri Vulpiani M. Evaluation of the efficacy of selamectin spot-on in cats infested with Aelurostrongylus abstrusus (Strongylida, Filariodidae) in a Central Italy cat shelter. Vet. Parasitol. 2013; 197: 258-262.
43. Jefferies R, Vrhovec MG, Wallner N, Catalan DR. Aelurostrongylus abstrusus and Troglostrongylus sp. (Nematoda Metastrongyloidea) infections in cats inhabiting Ibiza, Spain. Vet. Parasitol. 2010; 173: 344-348.
44. Juste RA, Garcia AL, Mencía L. Mixed infestation of a domestic cat by Aelurostrongylus abstrusus and Oslerus rostratus. Angew. Parasitol. 1992; 33: 56-60.
45. Klewer HL. The incidence of helminth lung parasites of Lynx rufus rufus (Schabes) and the life cycle of Anafilaroides rostratus (Gerichter). J. Parasitol. 1958; 44: 29.
46. Knaus M, Kusi I, Rapti D, Xhaxhiu D, Winter R, Visser M, Rehbein S. Endoparasites of cats from the Tirana area and the first report on Aelurostrongylus abstrusus (Railliet, 1898) in Albania. Wien. Klin. Wochenschr. 2011; 123: 31-35
47. Lacorcia, L, Gasser RB, Anderson GA, Beveridge I. Comparison of bronchoalveolar lavage fluid examination and other diagnostic techniques with the Baermann technique for detection of naturally occurring Aelurostrongylus abstrusus infection in cats. J. Am. Vet. Med. Assoc. 2009; 235: 43-49.
48. Lalošević D, Lalošević V, Klem I, Stanojev-Jovanović D, Pozio E. Pulmonary capillariasis miming bronchial carcinoma. Am. J. Trop. Med. Hyg. 2008; 78: 14-16.
49. Lautenslaugther JP. Internal helminths of cats. Vet. Clin. North. Am. Small. Anim. Pract. 1976; 6: 353-365.
50. Lewis DT, Merchant SR, Neer TM. Ivermectin toxicosis in a kitten. J. Am. Vet. Med. Assoc. 1994; 205: 584-586
51. López C, Panadero R, Paz A, Sánchez-Andrade R, Díaz P, Díez-Baños P, Morrondo P. Larval development of Aelurostrongylus abstrusus (Nematoda, Angiostrongylidae) in experimentally infected Cernuella (Cernuella) virgata (Mollusca, Helicidae). Parasitol. Res. 2005; 95: 13-16.
52. Losonsky JM, Thrall DE, Prestwood AK. Radiographic evaluation of pulmonary abnormalities after Aelurostrongylus abstrusus inoculation in cats. Am. J. Vet. Res. 1983; 44: 478-482
53. Mahaffey MB. Radiographic-pathologic findings in experimental Aelurostrongylus abstrusus infection in cats. J. Am. Vet. Rad. Soc. 1979; 20: 81.
54. Millán J, Casanova JC. High prevalence of helminth parasites in feral cats in Majorca Island (Spain). Parasitol. Res. 2009; 106: 183-188.
55. Mircean V, Titilincu A, Vasile C. Prevalence of endoparasites in household cat (Felis catus) populations from Transylvania (Romania) and association with risk factors. Vet. Parasitol. 2010; 171: 163-166.
56. Naylor JR, Hamilton JM, Weatherley AJ. Changes in the ultrastructure of feline pulmonary arteries following infection with the lungworm Aelurostrongylus abstrusus. Br. Vet. J. 1984; 140: 181-90.
57. Otranto D, Brianti E, Dantas-Torres F. Troglostrongylus brevior and a nonexistent ‘dilemma’. Trends Parasitol. 2013; 29: 517-8.
58. Paggi L. Segnalazione, in Italia Centrale, di Troglostrongylus sp. parassita dei polmoni di felidi. Parassitologia 1959; 1: 80-81 (in Italian).
59. Patz JA, Graczyk , Galler N, Vittor AY. Effects of environmental change on emerging parasitic diseases. Int. J. Parasitol. 2000; 30: 1395-1405.
60. Payo-Puente P, Diez A, Gonzalo-Orden JM, Notomi MK, Rodríguez-Altónaga JA, Rojo-Vázquez FA, Orden MA. Computed tomography in cats infected by Aelurostrongylus abstrusus: 2 clinic cases. Intern. J. Appl. Res. Vet. Med. 2005; 3: 339-343.
61. Payo-Puente P, Botelho-Dinis M, Carvaja Urueña AM, Payo-Puente M, Gonzalo-Orden JM, Rojo-Vazquez FA. Prevalence study of the lungworm Aelurostrongylus abstrusus in stray cats of Portugal. J. Feline. Med. Surg. 2008; 10: 242-246.
62. Pechman RD. Newer knowledge of feline bronchopulmonary disease. Vet. Clinics North. Am. Sm. Anim. Pract. 1984; 14: 1007-1019.
63. Railliet A, Henry A. Un Haemostrongylus des bronches du Leopard. Bull. Soc. Pathol. Exot. Filiales. 1913; IV: 451-453.
64. Ramos RA, Giannelli A, Dantas-Torres F, Brianti E, Otranto D. Survival of first-stage larvae of the cat lungworm Troglostrongylus brevior (Strongylida: Crenosomatidae) under different conditions. Exp. Parasitol. 2013; 135: 570-572.
65. Reinhardt S, Ottenjann M, Schunack B, Kohn B. Lungworm disease (Aelurostrongylus abstrusus) in a cat. Kleintierpraxis. 2004, 49: 239-246.
66. Ribeiro VM, Lima WS. Larval production of cats infected and re-infected with Aelurostrongylus abstrusus (Nematoda: Protostrongylidae). Rev. Méd. Vét. 2001, 152: 815-829.
67. Scott DW. Current knowledge of Aelurostrongylosis in the cat: literature review and case reports. Cornell Vet. 1973; 63: 483-500.
68. Seneviratna P. Parasitic bronchitis in cats due to the nematode Anafilaroides rostratus Gerichter, 1949. J. Comp. Pathol. 1958; 68: 352-358.
69. Seneviratna P. Studies on Anafilaroides rostratus Gerichter, 1949 in cats. The adult and its first stage larva. J. Helminthol. 1959; 33: 99-108.
70. Stockdale PH. The pathogenesis of the lesions elicited by Aelurostrongylus abstrusus during its prepatent period. Pathol. Vet. 1970; 7:102-115.
71. Tamponi C, Varcasia A, Brianti E, Pipia AP, Frau V, Pinna Parpaglia ML, Sanna G, Garippa G, Otranto D, Scala A. New insights on metastrongyloid lungworms infecting cats of Sardinia, Italy. Vet Parasitol. 2014; 203: 222-226.
72. Traversa D, Di Cesare A., Milillo P, Iorio R, Otranto D. Aelurostrongylus abstrusus in a feline colony from central Italy: clinical features, diagnostic procedures and molecular characterization. Parasitol. Res. 2008; 103: 1191-1196.
73. Traversa D, Lia RP, Iorio R, Boari A, Paradies P, Capelli G, Avolio S, Otranto D. Diagnosis and risk factors of Aelurostrongylus abstrusus (Nematoda, Strongylida) infection in cats from Italy. Vet. Parasitol. 2008; 153: 182-186.
74. Traversa D, Iorio R, Otranto D. Diagnostic and clinical implications of a nested PCR specific for ribosomal DNA of the feline lungworm Aelurostrongylus abstrusus (Nematoda, Strongylida). J. Clin. Microbiol. 2008; 46: 1811-1817.
75. Traversa D, Milillo P, Di Cesare A, Lohr B, Iorio R, Pampurini F, Schaper R, Bartolini R, Heine J. Efficacy and safety of emodepside 2.1%/praziquantel 8.6% spot-on formulation in the treatment of feline aelurostrongylosis. Parasitol. Res. 2009; 105: 83-89.
76. Traversa D, Di Cesare A, Milillo P, Lohr B, Iorio R, Pampurini F, Schaper R,Paoletti B, Heine J. Efficacy and safety of imidacloprid 10%/moxidectin 1%spot-on formulation in the treatment of feline aelurostrongylosis. Parasitol. Res. 2009; 105: 55-62.
77. Traversa D, Di Cesare A, Milillo P, Iorio R, Otranto D. Infection by Eucoleus aerophilus in dogs and cats: is another extra-intestinal parasitic nematode of pets emerging in Italy? Res. Vet. Sci. 2009; 87: 270-272.
78. Traversa D, Di Cesare A, Conboy G. Canine and feline cardiopulmonary parasitic nematodes in Europe: emerging and underestimated. Parasit. Vectors. 2010; 3:62.
79. Traversa D, Di Cesare A, Lia RP, Castagna G, Meloni S, Heine J, Strube K, Milillo P, Otranto D, Meckes O, Schaper R. New insights into morphological and biological features of Capillaria aerophila (Trichocephalida, Trichuridae). Par Res 2011; 109: S97-S104.

80. Traversa D, Di Cesare A, Di Giulio E, Castagna G, Schaper R, Braun G,Lohr B, Pampurini F, Milillo P, Strube K. Efficacy and safety of imidacloprid 10% / moxidectin 1% spot-on formulation in the treatment of feline infection by Capillaria aerophila. Parasitol. Res. 2012; 111: 1793-1798.

81. Traversa D, Di Cesare A. Feline lungworms: what a dilemma. Trends Parasitol. 2013; 29: 423-430.

82. Watson T.G, Nettles VF, Davidson WR. Endoparasites and selected infectious agents in bobcats (Felis rufus) from West Virginia and Georgia. J. Wildl. Dis. 1981; 4:547-554.

83. Knaus M, Chester, Rosentel J, Kühnert A, Rehbein S. Efficacy of a novel tropical combination of fipronil, (s)-methopren, eprinomectin and praziquantel against larval and adult stages of the cat lungworm, Aelurostrongylus abstrusus. Vet parasitol. 2014; 202: 64-68.